DETECCIÓN DE CHLAMYDIA TRACHOMATIS POR PCR EN TIEMPO REAL, EN RECIÉN NACIDOS EN EL HOSPITAL ISIDRO AYORA, QUITO-ECUADOR.

##plugins.themes.bootstrap3.article.main##

Ana Maritza Felicita Mena
http://orcid.org/0000-0002-9444-8070
Nidian Judith Torres Noboa
http://orcid.org/0000-0002-0034-9988
Mishell Cristina Achig Godoy
http://orcid.org/0000-0001-9649-1382

Resumo

Introducción: La transmisión vertical de Chlamydia trachomatis se presenta del 60% -70% en los hijos de madres infectadas y el riesgo de adquirir conjuntivitis por Chlamydia trachomatis en estos neonatos varía entre el 18% al 70%. Objetivo: detectar la Chlamydia trachomatis por medio de qPCR (Reacción en Cadena de la Polimerasa por Tiempo Real) en los sacos conjuntivales en recién nacidos por parto normal. Métodos: Se realizó un estudio no experimental, transversal, analizando muestras procedentes de 178 niños nacidos vivos, en el Hospital Gíneco-obstétrico Isidro Ayora, se determinó la presencia de Chlamydia trachomatis en muestras de saco conjuntival, por medio de la reacción en cadena de la polimerasa los laboratorios de Biología Molecular de la Pontificia Universidad Católica del Ecuador. Resultados: la edad gestacional de los neonatos más frecuente es a término 75.29% que corresponde a 124 pacientes, resultados positivos para Chlamydia trachomatis por qPCR fueron 19 que corresponde al 10.7% y los resultados negativos 159 que corresponde al 89.3% de pacientes, el grupo de edad materna de los neonatos con resultados positivos para Chlamydia trachomatis por qPCR, más frecuente es el de 14 -19 años con 31.5%. Conclusiones: La conjuntivitis neonatal por Chlamydia trachomatis es una entidad de subdiagnósticada, que no responde al tratamiento con antibióticos tópicos habituales, donde  la amplificación de ácidos nucleicos por medio de la qPCR ha sido un importante avance en el diagnóstico, debido a que la amplificación es extremadamente sensible (capaz de detectar una sola copia genómica) y altamente específica, inclusive en pacientes asintomáticos.


 


Abstract


Introduction: The vertical transmission of Chlamydia trachomatis occurs in 60% -70% in the children of infected mothers and the risk of contracting Chlamydia trachomatis conjunctivitis in these affected neonates between 18% and 70%. Objective: to detect Chlamydia trachomatis by means of qPCR (Real Time Polymerase Chain Reaction) in the conjunctival sacs in newborns by normal delivery. Methods: A non-experimental, cross-sectional study was carried out, analyzing analyzed samples of 178 live-born children, at the Gyneco-obstetric Hospital Isidro Ayora, the presence of Chlamydia trachomatis in conjunctival sac samples was determined by means of the chain reaction of polymerase molecular biology laboratories of the Pontifical Catholic University of Ecuador. Results: the most frequent gestational age of the neonates is at term 75.29% corresponding to 124 patients, positive results for Chlamydia trachomatis by qPCR were 19 corresponding to 10.7% and negative results 159 corresponding to 89.3% of patients, the group of maternal age of neonates with positive results for Chlamydia trachomatis by qPCR, more frequent is that of 14-19 years with 31.5%. Conclusions: Chlamydia trachomatis neonatal conjunctivitis is an underdiagnosed entity, which does not respond to treatment with usual topical antibiotics, where nucleic acid amplification by means of qPCR has been an important advance in diagnosis, due to extremely sensitive amplification. (capable of detecting a single genomic copy) and highly specific, including in asymptomatic patients

Downloads

Não há dados estatísticos.

##plugins.themes.bootstrap3.article.details##

Como Citar
Felicita Mena, A. M., Torres Noboa, N. J., & Achig Godoy, M. C. (2020). DETECCIÓN DE CHLAMYDIA TRACHOMATIS POR PCR EN TIEMPO REAL, EN RECIÉN NACIDOS EN EL HOSPITAL ISIDRO AYORA, QUITO-ECUADOR. Enfermería Investiga, 5(3), 46–52. https://doi.org/10.31243/ei.uta.v5i3.911.2020
Secção
Artículo original

Referências

1. Ostos OL, Sánchez RM. Chlamydia trachomatis: avances y perspectivas. Nova [Internet]. 2003;1(1):81–93. Disponible en: http://www.unicolmayor.edu.co/invest_nova/NOVA/artorevi1_1.pdf

2. Frontela Noda M, Amores S, Yepe Oliveros S, Kourí V, Ferreira Capote R, Mallea Sánchez L. Detección de Chlamydia trachomatis en muestras de exudado endocervical por la reacción en cadena de la polimerasa. Rev Cuba endocrinol. 2002;(August):135–143.

3. Peipert JF. Genital Chlamydial Infections. N Engl J Med. 2003;349(25):2424–30.

4. Vazquez LDP. Análisis epidemiológico de la infección por Chlamydia Trachomatis en Gipuzkoa (2006-2015): Prevalencia en gestantes, impacto en la población y genotipos circulantes. Universidad del País Vasco-Euskal Herriko Unibertsitatea; 2016.

5. López-Hurtado M, García-Romero S, Escobedo-Guerra MR, Bustos-López D, Guerra-Infante FM. Prevalencia de la infección genital por Chlamydia trachomatis en mujeres que asisten al Instituto Nacional de Perinatología de la Ciudad de México. Rev Chil infectología. 2018;35(4):371–6.

6. Villoslada J. Microorganismos asociados a infecciones cérvico-vaginales diagnosticadas por citología exfoliativa en el Hospital Regional Docente las Mercedes, Chiclayo 2017. 2018;

7. Di Bartolomeo S, Higa M, Janer M, Pennisi A, Balbin G, Priore G. Conjuntivitis neonatal en un hospital del Gran Buenos Aires. Situación de los últimos 5 años. Rev Argent Microbiol. 2005;37(3):139–41.

8. Millar K. Diagnóstico y tratamiento de la infección de la Chlamydia trachomatis. Am Fam Physician. 2006;78(8):1411–1416.
9. Cujilema C, Israel W. Etiopatogenia de conjuntivitis en recien nacidos. 2019;

10. Rivaya B, Lopez-Corbeto E, Lugo R, Matas L, González V, Casabona J. Pooling de muestras de orina para la detección molecular de Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae y Mycoplasma genitalium como estrategia de cribado entre la población joven en Cataluña. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2020;38(2):65–71.

11. Quintero CA, Salafia C, Pennacchio GE, Dinamarca S. Diagnóstico molecular de Neisseria gonorrhoeae en Mendoza. Investig Cienc y Univ. 2019;3(4):36–42.

12. Carrera-Muiños S, Michel-Macías C, Fernández-Carrocera LA, Cordero-González G, Yllescas-Medrano E, Corral-Kassian E. Infecciones por gérmenes atípicos en el recién nacido hospitalizado en un centro de tercer nivel de atención. Un problema creciente. Perinatol y Reprod Humana. 2017;31(1):34–8.

13. Muñóz M, Romero F. P, Martínez T. A. Infecciones de transmisión sexual: Experiencia en una unidad de ginecología pediátrica. Rev Chil Pediatr. 2003;74(5):468–74.

14. Zelaya L,Zelaya JL, Miranda U, Albites G, Zelaya A, Rojas G. Microorganismos presentes en cérvix uterino materno y sacos conjuntivales neontales. Rev Peru Enfermedades Infecc y Trop [Internet]. 2001;1:1–7. Disponible en:: http://sisbib.unmsm.edu.pe/bvrevistas/speit/2001_n2/Microorganismos_cervix_uterino.htm

15. Valencia C, Prado Valeria, Ríos M, Cruz M, Pilorget J. Trachomatis, Prevalencia de Chlamydia Determinada, en conjuntivitis neonatal Inmuno-, mediante las técnicas de Génica, fluorescencia y amplificación. Rev Med Chil [Internet]. 2000;128(7). Disponible en: https://scielo.conicyt.cl/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0034-98872000000700008

16. Rodriguez M d A, Correa E, Ospina Si, Giraldo C. Etiología bacteriana de la conjuntivitis neonatal. Colomb Med [Internet]. 1994;28(2):58–61. Available from: https://www.researchgate.net/publication/255993109_Etiologia_bacteriana_de_la_conjuntivitis_neonatal_Metrosalud_Medellin_1994

17. Zapata M, Ahumada F, Cuffini C, Córdoba P, Grutadauria S. Aislamiento de Chlamydia trachomatis y respuesta inmune en diferentes poblaciones. Medicina (B Aires) [Internet]. 1997;57(1):7–14. Available from: https://www.medicinabuenosaires.com/demo/revistas/vol57-97/1/chlamydiatrachomatis.htm

18. Gómez LO, Bazante-Ramírez V. Prevalencia de Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae y Streptococcus agalactiae en mujeres embarazadas del área urbana de la ciudad de Ibarra-Ecuador. Rev la Fac Ciencias Médicas. 2012;37(1–2):10–7.

19. Ortiz L, Bazante M. Prevalencia de Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae y Streptococcus agalactiae, en pacientes gestantes del área urbana de la ciudad de Ibarra, año 2008. QUITO/PUCE/2010; 2010.

20. Curry SJ, Krist AH, Owens DK, Barry MJ, Caughey AB, Davidson KW, et al. Ocular prophylaxis for gonococcal ophthalmia neonatorum: US Preventive Services Task Force reaffirmation recommendation statement. Jama. 2019;321(4):394–398.

21. Bowling B,Kanski J. Oftalmología clínica. 8va ed. Elsevier, editor. Madrid; 2016. 63–65 p.

22. Mosmann J, Lopéz ML, Entrocassi AC, Cuffini C. Prevalencia y análisis filogenético de Chlamydia trachomatis en una población de mujeres de Posadas, Misiones. Rev Esp Quim. 2018;31(1):21–26.

23. Rodriguez J, Prado D. Microbiología: lo esencial y lo práctico. In: Organización Panamericana de la Salud [Internet]. 2005. p. 225–226. Disponible en:: https://iris.paho.org/bitstream/handle/10665.2/51601/MicrobiologiaPractico_spa.pdf?sequence=1&isAllowed=y

24. Irigoyen Coria A, Morales López H. Aspectos conceptuales de la ética de la investigación en medicina. Arch en Med Fam. 2017;15(2):31–5.

25. De Waaij D, Ouburg S, Dubbink J, Peters R, Morré S. Evaluation of Prestoplus assay and LightMix kit Trichomonas vaginalis assay for detection of Trichomonas vaginalis in dry vaginal swabs. J Microbiol Methods [Internet]. 2016;127:102–104. Disponible en:: http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0167701216301312

26. Guerra F, Flores S, Arteaga G, Zamora A, López M, Ortiz F. Factores de riesgo y secuelas reproductivas asociados a la infección por Chlamydia trachomatis en mujeres infértiles. Salud Publica Mex. 2003;45(SUPPL. 5).

27. Rayo S, Peralta A, Baroja I. Frecuencia de Chlamydia trachomatis en mujeres de edad fértil al usar PCR en tiempo real en el Servicio de Laboratorio del Hospital Carlos Andrade Marín. Rev Médica-Científica CAMbios HECAM. 2017;16(2):17–20.

28. Costa J. Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) a tiempo real. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2004;22(5):299–305.

29. Díaz Martín D, Úbeda Cantera M, López Suárez A, Álvarez de Mon Soto M. Respuesta inmune innata y sus implicaciones fisiopatológicas. Med [Internet]. 2017;12(24):1388–97. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.med.2016.12.009

30. Jones J, Frausto RF, Langley S, Keefe KS, Aldave AJ, Affeldt J. Patología del epitelio corneal humano en el pénfigo vulgar mediada por anti-desmogleína 3. Rev Mex Oftalmol. 2019;93(4):169–77.

31. Hall GS. Bailey & Scott’s Diagnostic Microbiology, 13th Edn. Lab Med [Internet]. 2013 Nov 1;44(4):e138–9. Disponible en:: https://doi.org/10.1309/LM5JC0PH0OGGBSZZ

32. Piñeiro L, Galán JC, Vall-Mayans M. Infecciones por Chlamydia trachomatis (incluye linfogranuloma venéreo) y Mycoplasma genitalium. Enferm Infecc Microbiol Clin [Internet]. 2019;37(8):525–34. Disponible en:: http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0213005X19301314

33. L. WCW(†) / SDA/ WMJ/ EWK/ GWP/ PCS/ GLW. Koneman. Diagnóstico microbiológico. Texto y Atlas en color. 6ta ed. S.A EMP, editor. Madrid; 2008. 1230–1234 p.

34. Jawetz E, Melnick J, Adelberg E. Microbiología médica de. 27ed ed. Education M-H, editor. México, D.F; 2016:351 – 360.

35. Zucotti A, Bolaño L, Berruezo FA, Vitozzi S, Bottiglieri M. Prevalencia de chlamydia trachomatis en embarazadas durante el primer trimestre en una institución privada de la ciudad de Córdoba. Rev Fac Cienc Med Cordoba. 2018;75(3):183–188.

36. Arias JEM, Franco KIG, Salazar DPP, Beltrán AEZ. Conjuntivitis: revisión sistemática de diagnóstico y tratamiento. RECIAMUC. 2019;3(1):618–34.

37. Gazitúa FP, Araneda C, Araneda S, Solanes F, Seleme N, Ossandón D. Oftalmía Neonatal secundaria a Neisseria Gonorrhoeae: Reporte de un caso clínico y revisión de la literatura. Vis Pan-America, Pan-American J Ophthalmol. 2016;15(1):23–35.

38. Nogales MDC, Castro C, Ramírez M, Pueyo I, Pérez L, Jarana R, et al. Diagnóstico de la infección por Chlamydia trachomatis en un centro de diagnóstico y prevención de infecciones de transmisión sexual: Evaluación de los exudados cervicales, uretrales y rectales mediante técnica de PCR. Enferm Infecc Microbiol Clin. 2007;25(1):11–15.

39. Valderrábano LE. Alergia ocular en pacientes pediátricos. 2019.

40. Morales-Vallejo P. Tamaño necesario de la muestra: ¿Cuántos sujetos necesitamos? Estadística Apl a las Ciencias Soc [Internet]. 2012;24(1):22–39. Disponible en:: https://s3.amazonaws.com/academia.edu.documents/50492311/lectura_42_la_importancia_del_tamano_de_muestra.pdf?response-content-disposition=inline%3B filename%3DEstadistica_aplicada_a_las_Ciencias_Soci.pdf&X-Amz-Algorithm=AWS4-HMAC-SHA256&X-Amz-Credential=A

41. Persson K, Rönnerstam R, Svanberg L, Pohla MA. Neonatal chlamydial eye infection: An epidemiological and clinical study. Br J Ophthalmol. 1983;67(10):700–4.